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전기영동 실험 결과 해석 :: 화공&책 리뷰

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전기영동 실험 결과 해석

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DNA 추출 실험 보고서 (고찰) :: 통합왕

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생명공학실험 1주차 결과

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Àü±â¿µµ¿ (electrophoresis) ½ÇÇ躸°í¼­°øÇбâ¼ú·¹Æ÷Æ®

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• Summary of article content: Articles about Àü±â¿µµ¿ (electrophoresis) ½ÇÇ躸°í¼­°øÇбâ¼ú·¹Æ÷Æ® 실험목적 2. 실험이론 3. 실험방법 4. 실험결과 5. 실험고찰 – 전기영동 정의 및 원리 전기영동은 DNA나 단백질을 크기에 따라 분리하기 위한 방법 중 하나이다. …
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전기영동 실험 결과 해석

1. Introduction

이번 실험에서는 다양한 종류의 전기영동 방법 중 gel을 쉽게 만들 수 있는 Agarose gel 전기 영동을 이용해서 주어진 Sample DNA를 분리하도록 했다. 우선 전기영동에서 고정상으로 사용할 gel을 합성하려고 Agarose와 1x TAE buffer 25mL를 혼합했다. 이동상으로도 같은 buffer를 사용하는데, 적당히 pH를 조절해서 DNA가 해리되는 것을 방지하며, Tris base로 DNA가 이동할 수 있는 양이온이 제공되며, EDTA로 금속이온을 제거해서 DNA가 손상되는 것을 막을 수 있기 때문이다. TBE buffer으로도 gel을 합성할 수는 있었지만 분해능이 TAE보다 약하므로, 이동상과의 화학적 성질의 차이를 최소화하기 위해서 TAE buffer를 용매로 사용했다. Agarose를 모두 녹이기 위해서 전자레인지를 사용했다. 전자레인지를 사용하게 되면 고립된 공간에서 빠르게 열을 발생시키기 때문에 Agarose를 빠르게 용해할 수 있으나, 갑작스럽게 끓어오르는 것을 방지하기 위하여 랩을 씌운 후 구멍을 조금 뚫어서 빠른 용해와 끓어오름을 방지했다. DNA의 전개 정도를 뚜렷하게 관찰하기 위해서 이번 실험에서는 UV-trans illuminator을 사용한다. EtBr은 뉴클레오타이드 사이의 수소결합에 관여하여 형광정도를 크게 증가하도록 할 수 있다. 이 물질을 gel을 합성할 때 같이 섞어주면 DNA가 전기영동 시 이동하면서 gel에 들어있는 EtBr과 반응할 수 있기 때문에 gel에 섞어주곤 한다. 하지만, 이 물질은 독성이 있으며 DNA의 이동에 영향을 줄 수 있으므로 대체 물질인 RedSafe를 gel을 합성할 때 섞어주었다. 이를 넣기 위해서 micropipette을 사용하는데, 정확한 양을 옮기도록 했기 때문이며 소개된 사용 방법을 따라서 시약을 옮겨 넣었다. 용액을 굳혀 gel을 만들기 위해서 Gel casting plate에 기포가 생기지 않도록 gel을 부었다. 그리고 gel을 넣을 때 tray와 gel casting plate 사이에 공간이 발생하여 합성 중 기포가 발생해 gel에 섞여 들어갈 수 있으므로 이를 방지하기 위해서 둘을 밀착시켜 남은 기포를 제거했다. 그리고 불순물과 같은 먼지를 tip을 이용해서 제거해서 최대한 순수한 gel로 굳히고자 했다. 후에 Loading시 시료를 넣을 자리를 만들기 위해서 Comb를 꽂은 후 gel을 식혀 굳혔다. gel이 완성되면 전기영동을 진행하기 위해서 gel box에 넣는다. 이때 DNA가 전기적으로 음성임을 고려해서 well을 음극을 향하게 배치하여 전기영동시 DNA가 이동거리를 충분히 확보할 수 있도록 했다. 실제로 전기영동을 진행할 DNA는 너무 가볍기 때문에 그냥 well에 집어넣으면 buffer에 흘러나갈 수 있기 때문에 이를 방지하기 위해서 loading dye를 섞어준다. 다만 또 너무 무거운 물질이 포함된 dye는 전기 영동을 방해하기 때문에 큰 영향을 주지 않는 정도의 dye를 사용해야 한다. 그리고 dye를 이용해서 UV-trans illuminator을 사용하지 않고도 어느정도 전기 영동이 진행되었는지 판단하기 위해서 사용하기도 한다. e-tube에 sample과 loading dye를 섞기 위해서 tapping과정이 필요하며, 시료의 양이 매우 적으므로 약하게 혼합을 진행해야 한다. well이 찢어져서 gel을 다시 만들지 않도록 조심해서 well에 시료와, 전개된 정도에 따른 비교 및 DNA의 종류를 결정짓기 위해서 100bp plus ladder를 대조군으로 넣었다. 적당한 시간이 지난 후 실험 결과를 확인하기 위해서 UV-trans illuminator에 gel을 옮겼다. 이때 기포가 생기도록 gel을 놓으면 산란 현상 때문에 뚜렷한 결과를 확인하기 힘들기 때문에 이를 감안하여 기포가 생기지 않도록 조심하게 내려놓았다.

2. Chemicals & Apparatus

1) Chemicals

1x TAE buffer, 6x loading dye, DNA ladder, Agarose, DW(증류수), RedSafe

* nx 용액: 실험에서 사용하는 농도보다 n배 진한 용액

2) Apparatus

Gel box, Gel casting tray, Microwave, UV-trasn-illuminator, Erlenmeyer flask, Micropipette E-tube

3. Procedure

실험 1 Agarose Gel 만들기

1) 두 조당 하나의 gel을 사용한다.

2) Gel casting tray와 comb, 플라스크를 깨끗이 씻는다.

3) Agarose 0.25g과 1x TAE buffer 25mL를 100mL삼각 플라스크에 넣고 랩으로 막은 후 tip으로 구멍을 여러 개 뚫는다.

4) 45초 정도 데운 후 얼마나 녹았는지 확인한다. 이후 15~30초씩 데우면서 agarose가 완전히 녹을 때까지 데운다. 꺼내어 흔들었을 때 투명하고 작은 알갱이들도 다 녹여야 한다. 필요 이상으로 오래 데워서 물이 증발하면 농도가 진해져 영동 속도가 느려 진다.

* 플라스크가 뜨거우므로 목장갑을 사용한다.

5) 혼합용액에 RedSafe 1.3μL를 넣어준다.

6) Gel틀에 기포가 생기지 않게 천천히 용액을 부은 후 노란 tip 뒷부분으로 tray를 누르고 일정한 방향으로 밀어서 밑의 공기를 뺀 후 떠있는 기포도 모두 제거한다.

7) Comb를 꽂은 후 20~30분 정도 굳힌다.

* 플라스크에 남은 용액이 굳으면 씻어내기 까다로우니 바로 세척할 것

실험 2 Agarose gel Electrophoresis

1) 굳힌 gel의 well이 망가지지 않도록 조심스럽게 comb를 뽑고 tray채로 gel box에 넣는다. 이때, well이 (- )극을 향하도록 한다.

2) Gel box에 Gel이 잠길 정도로 1x TAE Buffer를 넣는다. (Tray 기준 빨간 점선 사이까지만 채우면 충분하다.)

3) 새 e-tube에 준비된 DNA sample 3μL과 6x Loading Dye 0.6μL를 넣는다.

4) DNA는 충격에 약하므로 tapping하여 섞는다.

5) Well에 100bp plus ladder 4μL, sample 3μL씩 load한다. 팁으로 gel을 찢거나 뚫지 않도록 주의한다.

6) 20~30분 동안 Ful Voltage로 Gel Run을 진행한다.

실험 3 UV-trans illuminator로 결과 확인하기

1) Ethanol로 illuminator 위를 깨끗이 닦는다.

2) Ethanol이 마르면 젤을 cast에서 조심스럽게 떼어 illuminator에 올려놓는다. 이때 gel 아래에 공기가 들어가면 적당히 움직이거나 눌러 공기를 뺀다.

3) 덮개를 덮고 불을 끈 후 illuminator를 켜서 관찰한다.

4. Data & Result

5. Discussion

전기영동 실험의 결과는 크게 2가지로 해석할 수 있다. 첫 번째는 sample DNA가 이동하여 형성된 bend의 선명도 및 진행 경로 등을 보는 것이다. 그리고 두 번째는 각 시료와 ladder가 얼마나 진행하여 분리하고자 했던 시료가 어떤 물질에 해당하는 지 비교하는 것이다. 첫 번째 관점에서 실험 결과를 살펴보자. 그림 9에서 ladder와 sample A와 B 모두 형광색이 명확하게 발현되었음을 확인할 수 있다. 이를 통해서 전기 영동 장치에 전압이 적절히 걸려 있고, 첨가한 샘플의 양이 적절했으며, 실험과정 중 well이 잘 형성되었음을 알 수 있다. 두 번째 관점에서 실험 결과를 살펴보도록 하자. 원래는 ladder이 분리된 것을 기준으로 각 시료가 이동한 정도를 비교해서 사용한 시료 당 포함된 DNA의 질량 및 그 DNA의 염기쌍 포함 정도를 알 수 있다. 이번에 사용한 gel이 정확히 1.5% TAE Buffer Agarose gel은 아닌 것을 감안하더라도 그림 10과 그림 9의 ladder에서 나타난 band의 개수가 다르기 때문에 전기 영동이 충분히 이루어지지 않음을 확인할 수 있다. 물론 실험에서 사용한 sample A와 B와 비교해봤을 때 각각에 대응하는 band가 있다. 그러나 ladder가 정확하게 분리가 되지 않았기 때문에 염기쌍 및 DNA의 질량을 결정지을 수는 없다. 다만 Theory에서 소개한 Stokes 공식에 따라서 A와 B의 상대적인 정보의 평가만 가능할 뿐이다. Stroke식과 각 변수가 의미하는 바를 다시 정리해보자.

이때 같은 시간동안 전기 영동을 진행했으므로 각 시료가 이동한 거리와 속도가 비례하는 것을 이용할 수 있다. 그리고 같은 조건에서 전기영동을 진행했기 때문에 몇 가지 변수들은 모두 상수로, 거리에 차이가 발생하는 것에 영향을 주지 않을 수 있다. 이 변수들은 , 그리고 에 해당하여 상수로 표현된다. 따라서 각 시료의 이동 거리는 와 사이의 비율에 의하여 결정되는 것을 확인할 수 있다. 두 변수는 서로 비례관계에 놓여있기 때문에 정확한 수치적 비교는 할 수 없다. 다만 더 많은 거리를 이동한 sample A가 sample B보다 크기에 비해서 더 음의 전하를 나타내는 것 밖에 얻어낼 수 없다.

6. Reference

1) 강호일, 전기영동 최신 프로토콜, 월드사이언스, 2006, pp. 14~25

실험 결과 해석을 위해 필요한 개념

DNA의 구성 및 구조

전기영동의 개념과 물질 이동 속도 결정

전기영동의 종류

Gel loading dye

DNA 추출 실험 보고서 (고찰)

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1. 실험 목적

생물의 유전정보를 갖는 DNA의 구조를 이해하고 이에 따른 특성을 알 수 있다. 플라스미드의 특징을 이해하고, 플라스미드 추출 및 정제를 통해 DNA 추출의 원리를 알고, DNA의 생화학적 특징을 알 수 있다.

2. 실험 이론

(1) 핵산

(2) 뉴클레오타이드

(3) DNA 구조

(4) Major groove, Minor groove

(6) 원심분리기 (Cntrifuge)

(7) 젤 전기영동 (Electrophoresis)

3. 실험 방법

(1) 플라스미드 DNA 추출

1. 배양한 E.coli 세균을 원심분리하여 침전시킨다.

2. pellet에 Buffer ① 250μl를 넣고, 피펫으로 섞어준다.

3. Buffer ② 250μl를 넣고, 부드럽게 섞어준다.

4. 즉시 Buffer ③ 350μl를 넣고, 부드럽게 섞어준다.

5. 4 ℃, 13,000 RPM으로 원심분리를 5~10분 한다.

6. 맑은 상층액을 DNA binding column tube로 옮기고, 13,000 RPM에서 1분 간 원심분리 한다.

※ pellet, 찌꺼기 등이 섞이지 않도록 주의한다.

7. column을 분리하여 튜브로 내려온 액체를 버리고, column은 다시 끼운다.

8. Buffer ④ 700μl를 column의 벽을 따라서 넣고, 13,000 RPM으로 원심분리를 1분 한다.

9. 새로운 1.5ml 튜브로 column을 옮기고, 상온에서 1분 간 말린다.

10. Buffer ⑤ 50μl를 넣고, 13,000 RPM에서 원심분리를 1분 한다.

(2) DNA 전기영동

1. 전기영동장치에 well comb을 끼우고 TAE Buffer을 채운 뒤, 아가로스 젤과 safe 젤을 넣는다.

2. 1kb size marker 2μl를 가장 왼쪽 well에 loading하고, cut DNA 12μl를 두 번째 라인에 loading한다.

※ loading을 할 때에는 피펫을 수직으로 적당한 깊이에 찔러서 넣어야 한다.

3. 추출한 DNA 10μl를 다른 라인에 loading한다.

4. 135V에서 25분 간 전기영동을 진행한다.

5. 전기영동장치에서 아가로스 젤을 빼서 트렌스일루미네이터로 옮긴다.

6. UV로 인해 보이는 DNA를 관찰한다.

5. 고찰

이번 실험은 플라스미드 DNA를 추출하고, 전기영동으로 분리하는 실험이다. 순수한 플라스미드 DNA를 얻기 위해 여러 Buffer를 넣는다. 원심분리하여 얻은 세균에 글루코스, Tris-Cl, EDTA, RNase가 들어있는 buffer인 Resuspension Buffer를 넣는다. 글루코스는 삼투압을 일정하게 맞추는 작용, Tris-Cl은 pH를 일정하게 맞추는 완충용액 역할, EDTA는 세포벽에 작용하여 세포벽을 파괴하는 역할을 한다. Resuspension Buffer 의해 세균의 세포벽 부시고, RNA 제거한다. 이를 통해 DNA만 남게 만든다. 그 다음에 1% SDS, NaOH가 들어있는 buffer인 Lysis Buffer를 넣는다. EDTA이 파괴하지 못한 세포벽을 계면활성제와 지질로 이루어진 SDS가 이중막을 녹여 단백질이나 세포막을 녹이고 세포벽을 완전히 파괴한다. NaOH는 DNA를 강염기로 수소 결합을 끊고 변성시킨다. 그 다음에 넣는 Neutralization Buffer는 gDNA와 plasmid DNA를 분리하는 역할을 한다. Glacial acetic acid 강력한 산으로 전 단계에서 NaOH에 의해 염기성이 된 용액을 중화시켜 단일가닥 DNA를 재결합시키는 역할이다. 후에 넣는 Washing buffer와 Elution buffer는 각각 시약과 불순물을 추출해 순수한 플라스미드만 남게 세척하는 역할과 DNA의 추출을 돕는 역할을 한다. 이러한 과정을 통해 DNA를 추출하였다. 추출한 플라스미드 DNA는 선형(linear), 열린 원형(nicked open-circular), 초나선(supercoiled) 형태를 갖고 있다.

아가로스 젤을 이용한 DNA 전기영동은 DNA가 인산기를 갖고 있어 음전하를 띠는 특성을 이용해 DNA를 분리하는 실험이다. 이번 실험에서 발암 물질인 EtBr 대신 safe 젤을 사용해 DNA를 관찰했다. TAE buffer와 DNA sample : 6X loading buffer = 5 : 1인 6X loading buffer를 넣는다. TAE buffer에는 Tris, 아세테이트, EDTA라는 세가지 성분으로 구성된다. Tris는 양이온을 공급하여 DNA를 더 잘 이동시킨다. 그러나 Tris는 pH가 11에 가까울 정도로 높기 때문에 아세테이트를 넣어 구성하여 아가로스 젤 전기영동을 했다.

아가로스 젤의 전기영동 결과를 보면 한 곳에서만 플라스미드가 관찰되지 않았다. 그 이유는 DNA의 분자량이 같아도 DNA구조에 따라 전기영동 시 이동속도가 각각 다르게 나타나기 때문이다. 이는 아가로스를 통과할 때, 열린 원형(nicked open-circular)이 가장 느리고, 선형(linear), 초나선(supercoiled) 순서대로 이동속도가 빨라진다. 그 이유는 초나선은 플라스미드가 응축된 형태로 아가로스 젤을 통과하기 쉬웠고, 열린 원형은 둥근 모양으로 아가로스 젤에 저항을 많이 받게 된다. 그래서 실험 결과 safe 젤과 UV로 본 플라스미드 중 초나선(supercoiled) 형태의 플라스미드가 가장 멀리 이동했고, 약 3.1kbp의 marker와 같은 위치에 있었다. 비교적 흐리게 관찰된 플라스미드는 선형(linear) 형태의 플라스미드로 약 6.1kbp marker와 같은 위치에 있었다. 이론적으로 약 8kbp의 marker와 같은 위치에 있어야하는 열린 원형(nicked open-circular) 플라스미드는 너무 적은 양이라서 관찰이 안 되었다. 열린 원형(nicked open-circular)를 관찰하기 위해 전보다 실험을 더 정확하고 신속하게 수행해야 한다. 또한, 추출할 플라스미드의 양을 늘리고, safe 젤 대신 발암물질인 EtBr을 사용하면 열린 원형(nicked open-circular)를 관찰할 수 있을 것이다.

아직 gDNA의 형태에 따른 기능의 다른 점을 정확히 알지 못한다. DNA의 기능을 이해하기 위해 DNA 형태에 따른 기능의 다른 점을 이해해야 한다. 이번 실험의 전기영동을 통해 DNA 구조를 확인해 DNA 형태를 고정시키고 다시 DNA를 주입해 DNA 형태에 따른 유전자 발현 실험을 할 수도 있을 것이다.

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생명공학실험 1주차 결과

2010-1

화학생명공학실험1 (결과)

실험주차 :1 주차

실험제목 :PCR을 이용한 유전자 증폭

실험날짜 :2010년5월8일

제출날짜 :2010년5월11일

담당교수 :

학번 :

1. 실험목적 : Polymerase Chain Reaction 을 이용하여 DNA에서 원하는 부분만을 증폭하고 그 원리를 이해한다.

2. 실험 방법 및 재료

실험방법

(1) 10× Taq polymerase PCR buffer와 dNTP(10mM) , Primer (10 pmol/㎕)를 미리 얼음 위에서 녹인다.

(2) 증폭하고자 하는 target 유전자를 포함한 DNA를 준비한다.

(3) 멸균된 PCR tube에 준비된 재료들을 넣고 섞어 반응액을 만든다.

(4) 준비된 반응액에 Taq polymerase를 첨가한다.

(5) Thermo cycler의 program을 setting 하고, PCR 반응을 시작한다.

(6) PCR반응이 완료되면 전기영동을 실시하여 PCR product band를 확인한다.

(7) PCR product purification kit 또는 agarose gel elution kit를 이용하여 정제한다

시약

준비시약 PCR 이용 실제 넣는 순서 UPW · 38.6 ㎕ 1 buffer 10X Tris-HC PH 8.81(25℃)20㎖ 2mM HCl 10mM ….등 5㎕ 2 dNTP 10mM 0.2mM 1㎕ 3 primer forward(10pmol/㎕) backward(10pmol/㎕) 0.4 μM 4μl (각 2μl씩) 4 template 10ng/㎕ 1ng 0.4㎕ 5 pfu polymerase 2.5 Unit/㎕ 1~2 Unit 1㎕ 6 총합 50㎕

UPW :

Ultra Pure Water로 이온이 매우 적은 순수한 물이다.

buffer : 중합효소가 활성을 가기위해 최적의 이온 농도나 PH값을 갖게 하는 것으로 HCl, 등이 있다. 효소를 구입하게 되면 그에 맞는 buffer가 같이 오게 된다 .

dNTP : DNA가 중합되는데 재료가 되는 4가지의 염기를 말한다.

primer : polymerase는 중합 개시부분을 인식하지 못하여 primer가 주형 DNA의 template에 접하여 중합을 시작하게 한다.

template : 중합하는데 기준이 되는 DNA로써 polymease가 상보적 염기를 따라 합성하게 되는 가닥이다.

pfu polymerase : Taq polymerase는 없는 교정기능을 가지고 있기 때문에 속도는 약간느리지만 에러율이 급격히 낮아진다. 3′->5′ 방향의 exonuclease를 가지고 있으며 90℃에서 200분 이상까지 버틸 수 있다.

3. 실험결과

실험결과 우리가 넣어준 DNA는 1500 bps였고 전기영동을 한 결과 역시 1500bps에 band를 나타 내었다. 이것은 중합된 DNA들이 모두 1500bps 의 길이에 밀접한다는 것을 뜻하며 실험이 성공적이라고 할 수 있겠다.

4. 고찰

(1) Predenaturation : 94℃에서 3분간 진행한다. denaturation,은 DNA에 열을 가해서 DNA를 변성시키는 과정이다. DNA을 중합하기에 앞서 각 염기들은 상봊거으로 수소 결합을 하고 있기 때문에 double strand DNA을 single strand 로 만들어 공간을 확보할 필요가 있다.체내에서의 DNA과정에서는 Helicase라는 DNA의 꼬임을 풀어주는 효소가 있지만 그 역할을 대신하기위해서 온도를 가해 수소결합을 끊어 사이에 효소가 작용하면서 중합하게 된다. 이런 과정을 DNA의 변성이라고 하며 이 가닥이 풀어지는 때의 온도를 Tm이라고 한다. Tm은 Adenine(A)과 Tymine(T)이 이중결합을 하는 반면 Guanine(G) 과 Cytocine(C)이 삼중결합을 하기 때문에 GC의 함유랑이 많을 수록 Tm 값이 높아진다. 따라서 Tm값은 대략 4*(G,C)+2*(A,T)에 비례한다.

(2) DNA denaturation : 94℃에서 30초간 진행한다. 위 과정과 비슷하다.

(3) Primer Annealing : target template에 primer가 결합하는 과정으로 56℃에서 30초간 진행한다. 물론 이때 56℃는 Tm보다 크다.

(4) Extension : primer가 template에 결합한 후 상보적 염기 서열을 따라 nucleotide를 합성하는 과정으로 72℃에서 30sec동안 진행된다.

(5) 2번부터 4번 과정을 1주기로 25 cycle을 돌게된다.

(6) End filling(final extention) : 주형 DNA의 3’쪽의 충분한 Extension을 위해 72℃에서 7분간 실시한다.

(7) 4℃에 보관한다.

(8) 전기영동으로 실험 결과를 관찰하게 된다

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＊ 전기 영동이란 길이가 각기 다른 DNA를 agarose gel 이나 polyacrylamide gel 상에서 전하를 걸어 이동시키는 방법이다. 짧고 가벼운 DNA일 수록 망상조직을 쉽게 통과해 더 밑으로 갈 수 있고 큰 DNA일수록 조직에 걸려서 밑으로 조금밖에 이동을 하지 못할 것이다. 원리에 따라 위 결과처럼 밑으로 갈수록 천단위 bp에서 점점 백단위 bp 로 줄어드는 것을 볼 수 있다.

시약을 준비하는데 있어서 시약은 우리가 원하는 만큼만 있는 것이 아니라 준비 시약과 실험에 필요한 시약의 양은 다르다. 따라서 준비시약의 농도에 따라 우리가 취하고자 하는 mol 또는 부피 만큼 간단한 계산을 하였다. 이론을 정립한 후 실험을 실행한다. 위 실험방법에서 보듯이 시약이 우리가 필요한 만큼 주어지는 것이 아니라 파이펫을 이용해 ㎕단위로 따야 한다. 파이펫을 사용함에 있어서 주의를 할 것은 작은 단위의 부피를 취하고자 한다면 큰 단위의 파이펫보다 보다 근접하고 작은 단위의 파이펫을 사용하도록 하자. 오차를 줄이려는 노력이다. 또한 파이펫으로 취하고 tube에 옮겨 넣을 때 살짝 걸릴 때 까지 누르면 취한 액체가 나가고 한번 더 누르면 남아 있는 방울까지 모두 tube안에 넣을 수 있다. 단위가 매우 작기 때문에 남아있는 한방울도 오차가 크게 발생할 수 있기 때문에 유의한다. 파이펫을 다 사용한 뒤 눈금을 원점으로 맞춰 놓도록 한다. 영점조정을 하지 않으면 용수철이 늘어나거나 줄어든 채로 고정되어 후에 파이펫의 오차를 늘일 수가 있다. 해당 시약을 넣을 때도 부피가 큰 순서대로 넣는 것이 좋고 polymerase가 먼저 들어가면 꼬일 수가 있기 때문에 맨 나중으로 배치하는 것이 옳다.

필요한 조건들을 만족시키고 전기영동을 했더니 우리가 원하는 1500bps 에 집중되어있는 band가 나왔다. 실험은 아주 깔끔하게 나왔다. 만약 band가 뚜렷하지 않고 위 아래로 흩어져 있어서 흐리게 나온다면 DNA mutation을 의심할 수 있다. DNA의 1,2개의 bp가 돌연변이를 일으켜 primer가 muation한곳에 어닐링 함으로써 중합한 DNA의 bp가 다양하게 나오게 되고 그에 따라 밴드가 흐릿하게 나오는 것이다.

5. 참고문헌

분자생물학,4판,George M. Malacinski 저, 심웅섭 외 7 역 p30, p49~50, p356~357

The PCR technique : DNA sequencing/james Ellingboe, Ulf B. Gyllenstmp/ p1~6

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